药理实验讲义

实验一

一、药理学实验的基础知识

1、实验动物的标记

大、小鼠和白色家兔的标记常用3－5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。常用的方法： 1号——左前腿 2号——左腰部

3号——左后腿 4号——头部

5号——正中 6号——尾根部

7号——右前腿 8号——右腰部

9号——右后腿 10号——不标记

2、小鼠的捉持和给药方法

⑴ ig: 一般给药量为0.1～0.3ml/10g。

⑵ H: 一般给药量为0.05～0.2ml/10g。

⑶ ip: 一般给药量为0.1～0.3ml/10g。

⑷ im: 一般每腿不超过0.1ml。

⑸ iv(尾静脉）：一般给药量为0.1～0.2ml/10g。

2、大鼠的捉持和给药方法

实验动物的给药剂量一般按mg/kg(有时也用g/kg)。为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算,小鼠可按每10g计算。那么，给药剂量=药物浓度×给药体积。

例：小白鼠体重22g，ip盐酸吗啡10mg/kg，药物浓度0.1%，应注射多少？

计算方法：

0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml

10mg/kg→10ml/kg

22g→0.022kg

10ml/kg×0.022kg=0.22ml

或：10ml/kg→0.1ml/10g

给药量：0.1ml/10g×(2.2×10g)[小鼠体重] =0.22ml

3、实验记录的内容和实验报告的整理

实验记录一般应包括：

（1）时间、天气、温度

（2）实验标本：如动物的种类、体重、标记和标号等。

（3）实验药物：如药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径等。

（4）实验进程、步骤及方法的详细记录。

（5）观测指标的变化或原始描记图纸的资料。

每次实验必须随时做记录。告一段落后对所获结果进行整理，画出必要的表格进行统计、分析做出结论。

实验报告的写作

实验报告一般应包括：

[实验目的]

[实验材料]包括仪器、药品和动物。

[实验方法]简明扼要的叙述，关键步骤写清。

[实验结果] 根据实验获得的数据进行整理、归纳、分析和对比。

[讨论]包括对实验结果的分析、思考题的探讨、实验方法及实验中出现异常现象的分析、认识、体会和建议等。

[结论]

实验动物的处死

1、颈椎脱臼法

此法常用于小鼠。用左手拇指、食指或镊子用力压住小鼠的后头部，同时用右手抓住鼠尾用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，鼠立即死亡。

2、空气栓塞法

此法常用于家兔的处死。用注射器将空气快速注入静脉，可使动物立即死亡。

3、击打法

适用于较小的动物，如家兔、大鼠和小鼠等。提起动物的尾部，用力敲击动物头部，或用要木锤打击头部，致使动物死亡。

4、断头法

此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓分离且大量出血，动物很快死亡。

二、药理学总论实验

㈠ 药物剂量对药物作用的影响

[实验目的] 了解药物剂量与药物作用的关系。

[实验材料] 小白鼠、鼠笼、注射器及针头、小烧杯、 0.05 %、0.4%和1 %的戊巴比妥钠溶液。

[实验方法] 取小鼠3只，分别标记，称重，观察其一般活动状态和痛觉反应。然后分别ip不同浓度的戊巴比妥钠溶液，1号鼠5mg /kg; 2号鼠40mg/kg；3号鼠100mg /kg。给药体积均为0.1ml/10g。随时观察各鼠的反应，注意其不同点。

㈡ 给药途径对药物作用的影响

[实验目的] 比较硫酸镁口服给药和注射给药的不同药理作用。

[实验材料] 小白鼠、鼠笼、注射器及针头、小鼠灌胃针头、

小烧杯、10%硫酸镁溶液等。

[实验方法] 取小鼠2只，标记，称重。观察小鼠的一般活动情况。1号鼠im 10% 硫酸镁溶液0.1ml/10g; 2 号鼠灌胃给10%硫酸镁溶液0.1ml/10g。观察两只小鼠给药后行为活动等有何变化，并记录之。

(三)、药物的拮抗作用

【实验目的】观察药物的拮抗作用

【实验材料】小白鼠、鼠笼、小鼠灌胃器、1ml注射器、10％硫酸镁溶液、10％氯化钙溶液等。

[实验方法] 取小鼠2只，于腹腔内注射10％硫酸镁溶液0.1ml/10g后，其中1号小鼠立即腹腔内再注射5％氯化钙溶液0.08ml/10g，2号小鼠不注射氯化钙溶液。观察两只小鼠给药后行为活动等有何变化，并记录之。

[实验结果]

鼠号 体重 药物及剂量 给药途径 动物反应

( g ) (mg/kg)

1

2

3

 

第二篇：人体解剖生理学实验讲义

实验一神经干动作电位测定及兴奋传导速度和不应期测定

一、实验目的：

1、掌握坐骨神经标本的制备方法并按要求制备出完整的蟾蜍坐骨神经标本

2、掌握神经干动作电位的引导、不应期及动作电位传导速度的测定方法

二、实验内容：

1、坐骨神经标本制备

2、坐骨神经干动作电位测定

3、坐骨神经干兴奋传导速度和不应期测定

三、实验仪器设备和材料清单

1、  实验材料：

蟾蜍或蛙、蛙类手术器械一套（包括探针、粗剪、手术剪、眼科剪、镊子、玻璃分针）、蛙板、滴管、培养皿、烧杯、棉线、棉球、滤纸片。

2、  实验试剂：

任氏液

3、  实验仪器：

生物信号采集处理系统、打印机、、神经标本屏蔽盒

四、实验要求

1、学会用细胞外电刺激诱发神经干动作电位的方法；掌握生物电记录的一般原则和方法；熟悉生物信号采集处理系统的操作；

2、要求学生了解科研过程，培养学生发现问题、分析问题、解决问题的能力；

3、要求学生能独立操作每一个实验步骤，了解和掌握相关的原理，培养学生熟练操作。

五、实验原理：

 可兴奋组织如神经纤维在受刺激而兴奋时，细胞膜电位将发生一系列短暂的变化。由安静状态下的膜外正膜内负的静息电位变为兴奋状态下的膜外负膜内正的去极化状态。因此，在膜外兴奋区相对于未兴奋区来说电位为负。这种电位差所产生的局部电流又引起邻近未兴奋区的去极化，使兴奋沿细胞膜传向整个细胞，而原来的兴奋区的膜电位又恢复到膜外正膜内负的静息水平。这种可传播的、短暂的膜电位变化称之为动作电位。可兴奋组织在一次兴奋之后，其兴奋性要经历一个规律的时相变化，依次是绝对不应期、相对不应期、超常期和低常期，然后才恢复到正常的兴奋性水平。

六、实验方法：

一）、实验步骤和观察指标

1、仪器装置 准备好生物信号采集处理系统及相关电极。

2、制备蟾蜍坐骨神经标本

（1）破坏脊髓：左手握住蟾蜍，用食指下压蛙头使头前俯(图1-1)，右手持探针从枕骨大孔垂直刺入，再向前刺入颅腔，左右搅动捣毁脑组织；然后将针退至皮下，再将针尖向后刺入椎管捣毁脊髓。若蟾蜍四肢肌肉松软，呼吸消失表示脊髓已破坏完全。否则，按上述方法再行破坏。

图1-1  破坏蟾蜍脑脊髓的图示

                                                             

图1-2  剪除躯干上部及内脏

（2）剥皮 以两腋下为水平点，沿胸廓剪开一圈皮肤，然后左手捏住头部，右手捏住断端皮肤边缘，向下剥掉全部断端的皮肤(图1-2)。

(3)剪除躯干上部及内脏  用左手在背部捏住脊柱尾端，让头与内脏自然下垂， 右手持粗剪刀在骶髂关节水平以上1cm处剪断脊柱，剪除全部下垂的头及内脏，保留后肢，腰背部脊柱。将标本放在盛有任氏液的烧杯中。将手及用过的剪刀、镊子等全部手术器械洗净

(4)分离两腿  沿正中线用粗剪刀将脊柱分为两半（勿损伤坐骨神经），并从耻骨联合中央剪开两侧大腿。将分离后的两腿放在盛有任氏液的烧杯中。

(5)游离坐骨神经  取一只腿腹侧向上固定于蛙板上，用玻璃分针沿脊柱侧将坐骨神经根游离，在脊柱近处用一线将神经结扎并剪断。将标本背侧向上固定。并于背侧沿坐骨神经沟(股二头肌和半膜肌之间的裂隙中)分离，剪断坐骨神经所有分支，一直游离至膝关节，再向下继续分离，在腓肠肌两侧肌沟内找到胫神经和腓神经，分离两支直至足趾，用线结扎，在结扎线的远端剪断，只保留坐骨神经，不要肌肉。将神经标本浸入任氏液中备用。

3、神经干标本制备  将标本盒的电极用浸有任氏液的棉球擦净。用自来水浸润的滤纸片贴于标本盒的内面，以防神经干燥。用镊子夹住标本两端的结扎线，将神经置于标本盒电极上，中枢端置于刺激电极侧，外周端放在记录电极侧。轻轻拉直神经，不要扭曲。

二）、观察与纪录

（1）寻找阈刺激和最大刺激 先将刺激强度设为零，再逐渐增大，直至出现动作电位时（此时的刺激强度即为阈强度）；逐渐增大至动作电位幅度达到最大值为止，该强度的刺激为最大刺激（记下该强度值）。

（2）测定传导速度 测量两记录电极之间的距离s（mm）和传导所用时间t（ms），然后，根据公式v=s/t，计算出传导速度。

（3）观察不应期 给神经干最大刺激强度使之出现两个大小相等的动作电位，如果出现则用改变刺激间隔的时间，逐渐缩短两刺激间隔时间至第2个动作电位刚好变小，此时的刺激间隔时间即为动作电位的恢复周期。如再逐渐缩短刺激间隔时间，第2个动作电位刚好消失，则该不应期为绝对不应期。记下绝对不应期，动作电位恢复周期减去绝对不应期就等于相对不应期。

（4）观察双相动作电位及单相动作电位 以上观察到的都是双相动作电位，用小镊子将两根引导电极（r1至r2）间的神经干夹伤，可见动作电位的第二相消失，变为单相动作电位。

七、实验报告要求：

1、每人一份实验报告；

2、严格按照实验步骤记录实验现象和数据，分析实验结果；

3、实验过程是否存在问题，应如何改进？

八、注意事项：

1、神经干标本应尽量分离得较长越一些，且要剥离干净，但又不能损伤神经主干。分离时应用玻璃分针，并用眼科剪小心剪去神经分支及周围结缔组织，切忌撕拉。

2、神经干标本应与记录电极紧密接触，特别要注意与接地电极的接触。神经干不能打折，并经常保持湿润，又要注意防止电极间短路。

3、刺激强度应要从最小的强度开始，逐步增加刺激强度，且持续刺激时间不宜过长，防止损伤神经干。

九、思考题：

1、简述双相动作电位和单相动作电位的产生原理。两者在时程和幅度上有何不同？

2、为什么在一定范围内，神经干动作电位的幅度随着刺激强度增大而增大？这与动作电位产生的“全或无”现象有无矛盾？

十、探索性问题：

1、为什么记录到的双相动作电位的第一相和第二相的波形、幅值不对称？

     

实验二期前收缩与代偿间歇

一、目的要求：

1、学习在体蛙心脏活动的描记方法，理解期前收缩与代偿间歇的发生机理。

2、观察在心脏活动的不同时期给予刺激，以验证心肌兴奋性阶段性变化的特征。

3、准确辨认收缩相、舒张相、期前收缩、代偿间隙及了解心脏搏动的基本曲线图。二、实验内容：

用额外刺激引发并观察期前收缩与代偿间歇，加深理解心肌兴奋后兴奋性的周期性变化及其特点。

三、实验仪器设备和材料清单：

1、  实验材料

蛙或蟾蜍、张力换能器、刺激电极、蛙板、蛙类手术器械一套（包括探针、粗剪、手术剪、眼科剪、镊子、玻璃分针）、蛙心夹、铁支柱、双凹活动夹、棉线、小烧杯、滴管

2、  实验试剂

任氏液

3、  实验仪器

生物信号采集处理系统

四、实验要求：

1、本实验目的通过学习在体蛙心脏活动的描记方法，理解期前收缩与代偿间歇的发生机理。

2、通过观察在心脏活动的不同时期给予刺激，以验证心肌兴奋性阶段性变化的特征。准确辨认收缩相、舒张相、期前收缩、代偿间隙及了解心脏搏动的基本曲线图。

3、要求学生能独立操作每一个实验步骤，了解和掌握相关的原理，培养学生熟练操作。

五、实验原理：

   在每次心动周期中，心肌每发生一次兴奋-收缩后，其兴奋性将发生一系列周期性变化。心肌兴奋后其兴奋性变化的特点是有效不应期特别长，相当于整个收缩期以及舒张期的早期，在此期间给予任何强大刺激均不能引起心肌兴奋收缩。随后为相对不应期，在此期给予心肌强的刺激可引起心肌兴奋收缩，最后为超常期。后两期均处于心肌舒张期内，因此，在舒张期如果在窦房结（两栖类为静脉窦）按正常节律性兴奋下达以前，给予心室肌一次适当的阈上刺激可引起一个提前出现的扩布性兴奋和收缩，称为期前收缩或额外收缩，也称早搏。期前收缩也有自已的有效不应期，而随后窦房结传来的正常的节律性兴奋，常常落在这个期前收缩的有效不应期中，因而不能引起心室的兴奋和收缩，这样心室较长时间地停留在舒张状态，直至下一次窦房结正常的节律性兴奋到达时，才恢复原来的正常的节律性兴奋和收缩。因此，期前收缩后就会出现一个较长时间的舒张间歇期，称为代偿间歇。

六、实验方法：

一）、实验步骤和观察指标

1、仪器装置 准备好生物信号采集处理系统、张力换能器和刺激器。

2、蛙心标本的制备 取蟾蜍，毁脑和脊髓，仰卧固定于蛙板上。于剑突下将胸部皮肤向

上剪开，剪掉胸骨，打开心包，暴露心脏（图2-1）。将与张力换能器相连的蛙心夹在心室舒张期夹住心尖，蛙心夹与张力换能器间的连线应有一定的紧张度。固定刺激电极，使其两极与心室接触（图2-2）。

图2-1 蟾蜍心脏腹面观（A）和背面观（B）

图2-2 在体蛙心期前收缩实验仪器连接示意图

3、观察与纪录

描记正常蛙心的搏动曲线，观察曲线的收缩相和舒张相。用中等强度的单个阈上刺激分别在心室收缩早、中、晚期和舒张早、中、晚期刺激心室（刺激前后要有三四

个正常心搏作对照，不可连续输出两个刺激），观察能否引起期前收缩。若能引起期前收缩，观察其后是否出现代偿间歇。

七、实验报告要求：

1、每人一份实验报告；

2、严格按照实验步骤记录实验现象和数据，分析实验结果；

3、实验过程是否存在问题，应如何改进？

八、注意事项：

1、记录曲线时应时加以说明注释。

2、实验过程中，应经常用任氏液湿润心脏。

3、装在心室上的刺激电极应避免短路。

4、心跳曲线的上升支应代表心室收缩，下降支代表心室舒张，如相反则应将换能器倒向。

5、选择适当的阈上刺激强度时，可先用刺激电极刺激蟾蜍的腹壁肌肉，以检测强度是否适宜。

九、思考题：

1、讨论期前收缩和代偿间歇产生的原因。

2、心肌有效不应期长有何生理意义？

十、探索性问题：

1、在什么情况下期前收缩之后，可以不出现代偿间歇？

2、试设计实验，观察刺激强度、刺激时间对期前收缩幅度的影响。

 

实验三消化道平滑肌的生理特性

一、实验目的：

1、熟悉消化道平滑肌离体标本的制备方法

2、掌握实验药物与温度对离体小肠平滑肌活动的影响的机制

3、学习哺乳动物离体器官灌流的方法。

二、实验内容：

1、离体消化道平滑肌标本制备

2、不同影响因素对离体小肠平滑肌生理特性的影响

三、实验仪器设备和材料清单：

1、  实验材料

家兔、手术台、常用手术器械、张力换能器(量程为25g以下)、供氧袋、压力调节阀、氧气钢瓶、注射器、培养皿、烧杯、铁支架、双凹活动夹、棉线、手术缝针、滴管、三维调节器

2、实验试剂

台氏液(4℃和室温两种)、无钙台氏液、、0.01%去甲肾上腺素、0.01%乙酰胆碱、    1：10000阿托品、新斯的明注射液、1mol/L NaOH溶液、lmol/L HCl溶液

3、实验仪器

恒温平滑肌浴槽、生物信号采集处理系统

四、实验要求

1、结合药理学相关知识，自行设计抗乙酰胆碱药物阿托品以及拟乙酰胆碱药物新斯的明对小肠平滑肌自律性活动和紧张性的影响以观察其对乙酰胆碱的拮抗作用以及拟似作用，进而加深对乙酰胆碱作用的理解，同时学习应用药理学实验方法来研究神经递质对生理功能的影响。

2、要求学生了解科研过程，培养学生发现问题、分析问题、解决问题的能力；

3、要求学生能独立操作每一个实验步骤，了解和掌握相关的原理，培养学生熟练操作。

五、实验原理：

消化道平滑肌除具有兴奋性、传导性和收缩性外，还具有自动节律性、紧张性和伸展性以及对化学刺激、温度刺激敏感等特点。消化道平滑肌在离体之后，置于适宜的环境中仍能进行节律性收缩，环境中各种理化因素，如环境的温度、酸碱度、渗透压、一些特殊的无机盐离子、某些生物活性物质以及供氧和牵拉等刺激，都可以改变消化道平滑肌的收缩活动，而表现为收缩的节律、收缩的强度、缩短的速度以及紧张性收缩等方面的改变。本实验观察离体小肠在模拟内环境（离子成分、晶体渗透压、酸碱度、温度、氧分压等方面类似于内环境）中其紧张性和自律性活动，以及在体液环境改变的情况下上述活动的变化，从而了解其多种生理特性。

六、实验方法：

一）、方法和步骤

（一）实验装置介绍

恒温平滑肌浴槽可用来记录消化道平滑肌的收缩活动，分为外槽和内槽（如图3-1 所示），我们的恒温平滑肌浴槽内槽是一个麦氏浴槽，用来浸浴实验标本，外槽内有恒温循环水以保持内槽中的台式液恒温，使其温度保持在37～38℃。小肠标本一端固定在麦氏浴槽底部的铁钩上，另一端连至张力换能器的悬臂上。换能器与计算机相连。麦氏浴槽中的台式液以刚能淹没肠管为宜。麦氏浴槽底部还有通气口和排液口，通过这些开口可排液和供给标本所需氧气。

图3-1 恒温平滑肌浴槽实验装置

（二）标本制备

取禁食24小时的健康家兔，一手提后肢使头部自然下垂，另一手以木槌猛击兔的头枕部使其昏迷，立即剖开腹腔，以胃为标志找到十二指肠，右手大拇指和示指轻轻自幽门端向下挤压，将肠内容物推向下方，然后自十二指肠向下取20～30厘米的肠段，除去肠系膜及周围脂肪组织后，用台式液冲洗干净，保存于盛有40C台式液的平皿中备用。实验时取2～3厘米的肠段，两端用丝线部分结扎肠管，注意避免封闭肠管，让其管腔能与溶液相通。然后将此肠段一端固定在麦氏浴槽的玻璃弯钩上，另一端固定在张力换能器的悬梁上，此线不宜过长且必须垂直。

（三）实验装置的连接与使用

张力换能器与生物信号采集处理系统的1通道连接。适当调节换能器的高度，使其与标本间连线的松紧度合适。标本和连线应悬于浴槽中央，不能与浴槽壁接触。打开生物信号采集处理系统，进入平滑肌特性实验，描记平滑肌收缩曲线。

（四）、观察项目：

1．正常收缩曲线：  描记一段离体小肠平滑肌的正常收缩曲线，注意观察基线水平、收缩幅度和节律。

2．乙酰胆碱的作用：  在麦氏浴槽中加入1：10000乙酰胆碱1-2滴，观察肠段收缩活动（包括收缩的节律、收缩的强度、缩短的速度）的变化。待作用出现后，放掉浴槽中的台氏液，加入预先准备好的380C新鲜台氏液。重复更换2-3次新鲜台氏液，待肠段活动恢复至对照水平时，进行下一项实验。

3．肾上腺素的作用： 在麦氏浴槽中加入1：10000肾上腺素1-2滴，观察肠段收缩有何变化。然后，同上法将浴槽中的台氏液换成380C新鲜台氏液。待其活动恢复正常后，进行下一项实验。

4．阿托品的作用：  在浴槽中加入1：10000阿托品2-4滴，经1min后，再加入 1：10000乙酰胆碱1-2滴，观察肠段张力的变化，并与第2项结果比较。同上法将浴槽中的台氏液换成380C新鲜台氏液。待其活动恢复正常后，进行下一项实验。

5．新斯的明的作用： 在浴槽中加入新斯的明注射液1-2滴，观察肠段收缩有何变化。然后，同上法将浴槽中的台氏液换成380C新鲜台氏液。待其活动恢复正常后，进行下一项实验。

6．盐酸的作用  在浴槽中滴入2滴1mol/L的HCL溶液于浴槽内，观察平滑肌的反应。

7．氢氧化钠的作用 在(7)基础上加等容量的1mol/L NaOH溶液入浴槽内，观察其反应。按上述方法更换台氏液，反复冲洗。

8．放掉台氏液，将肠段用38℃无Ca2+台氏液冲洗2次，换新鲜38℃的无   Ca2+台氏液，观察小肠收缩曲线有何变化。

9．向无Ca2+台氏液浴管内加入1:10000的乙酰胆碱1-2滴，观察肠段活动变化。

10．用38℃正常（含Ca2+）台氏液冲洗肠段3次，加正常台氏液于平滑肌浴管中，观察肠平滑肌自发性收缩是否恢复。

11．向含Ca2+台氏液浴管内加入1:10000的乙酰胆碱1-2滴，观察肠段对乙酰胆碱的反应。冲洗。

12.温度的作用  将浴槽中的台氏液换成250C台氏液，观察收缩有何变化。逐步加温至380C和450C，分别观察收缩活动的变化，进行不同温度下收缩情况的比较。

七、实验报告要求：

1、每人一份实验报告；

2、严格按照试验步骤记录实验现象和数据，分析试验结果；

3、试验过程是否存在问题，应如何改进？

八、注意事项：

1．恒温平滑肌浴槽装置中需先加满水，然后开电源，禁止无水加热，

2.加药前，先准备好每次更换用的380C左右的台氏液。

3.每加入一次药物前需先描记一段肠段运动曲线，每次加药出现反应后，必须立即更换浴槽内的台氏液，至少2次。每项实验加入台氏液的量应相同。待肠段运动恢复正常后再进行下一项实验。

4.上述各药用量系参考剂量，若效果不明显，可以增补加药。但不可一次过多，以免引起不可逆反应。

5. 实验过程中，必须保证标本的供氧，供氧速度以一个个小气泡为宜，充气过猛会导致标本较大幅度的摆动。

6.游离及取出肠段时，动作要快，但要避免过度牵拉或使组织干燥而影响其活性。整个过程应保持营养液恒温和通入O2。

九、思考题：

1．分析实验中各项因素影响小肠平滑肌活动的作用机制。

2．为什么离体小肠具有自律性运动？

实验四  尿生成的影响因素

一、实验目的：

观察静脉注射生理盐水、静脉注射高渗葡萄糖和速尿对尿量的影响，并探讨利尿机制。

观察静脉注射去甲肾上腺素、垂体后叶素对尿生成的影响，并探讨抗利尿机制。

二、实验内容：

1、了解家兔泌尿实验方法。

2、掌握尿液生成的过程与影响因素.

三、实验仪器设备和材料清单：

1、  实验材料

家兔、压力换能器、手术台、常用手术器械、12号导尿管、刺激器、保护电极、记滴器、动脉插管和膀胱插管（或细塑料管）、气管插管、2ml及20ml注射器、动脉夹、培养皿、烧杯、铁支架、双凹活动夹、棉线、手术缝针、三维调节器

2、实验试剂：20%氨基甲酸乙酯溶液、20%葡萄糖注射液、肝素生理盐水溶液（100单位/ml）、生理盐水、速尿、去甲肾上腺素（1∶10000）、垂体后叶素（5单位/ml）

3、实验仪器

生物信号采集处理系统

四、实验要求

1、  学习气管插管，动脉插管，输尿管插管技术以及血压记录技术；

2、设计电刺激迷走神经外周端对血压以及尿量的影响，自行设计血压记录方法；自行设计尿量记录方法，可分别进行膀胱插管，尿道插管以及输尿管插管来收集尿液；

3、要求学生了解科研过程，培养学生发现问题、分析问题、解决问题的能力；

4、要求学生能独立操作每一个实验步骤，了解和掌握相关的原理，培养学生熟练操作。

五、基本原理：

尿生成过程包括肾小球的滤过作用及肾小管与集合管的重吸收和分泌作用。肾小球滤过作用的动力是有效滤过压，而有效滤过压的高低主要取决于以下三个因素：肾小球毛细血管血压、血浆胶体渗透压和囊内压。正常情况下，囊内压不会有明显变化。肾小球毛细血管血压主要受全身动脉血压的影响，当动脉血压为80~180mmHg时，由于肾血流的自身调节作用，肾小球毛细血管血压均能维持在相对稳定水平，但当动脉血压高于l80mmHg或低于80mmHg时，肾小球毛细血管血压就会随血压变化而变化，肾小球滤过率也就发生相应变化。另外，血浆胶体渗透压降低，会使有效滤过压增高，肾小球滤过率增加。影响肾小管、集合管泌尿机能的因素，包括肾小管溶液中溶质浓度和抗利尿激素等。肾小管溶质浓度增高，可妨碍肾小管对水的重吸收，因而使尿量增加；抗利尿激素可促进肾小管与集合管对水的重吸收，导致尿量减少。

六、实验方法：

一）、方法与步骤

（一）、连接仪器装置，将血压换能器固定于铁支柱上，其位置与心脏在同一平面。将动脉导管经三通开关与压力换能器正中的一个输入接口相接，压力换能器侧管上的输入接口与另一三通开关连接。压力换能器的输入信号插头与生物信号采集处理系统的信号放大器输入盒的一通道相连。用注射器通过三通开关向压力换能器及动脉导管内注满肝素生理盐水，排尽气泡，然后关闭三通开关备用。

将刺激电极输入端与生物信号采集处理系统的刺激输出口相连，将刺激电极输出端与保护电极相连。　

      (二)、手术

1、取家兔一只，用20%氨基甲酸乙酯（1g/kg体重）或者戊巴比妥钠(30mg/kg体重),耳缘静脉注射，注意麻醉剂不能过量，注射速度不宜过快。麻醉后，动物仰卧固定缚于手术台上，固定四肢，前肢交叉固定，用棉绳钩住兔门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。剪去颈部和下腹部的被毛。在颈部正中线切开皮肤，先分离出气管，插气管插管；再分离左侧颈总动脉和右侧迷走神经。在其下面各穿两根线备用。手术完毕后，用蘸温热生理盐水的纱布覆盖创面。

2、在下腹部正中线作长约4cm的皮肤切口，沿腹白线切开腹壁，用手轻轻将膀胱移出腹腔外蘸温热生理盐水的纱布垫上，便可以进行插管。插管的方法有三种：

 (1) 膀胱插管：动物麻醉后， 仰卧位固定于兔台上。下腹部剪毛后于耻骨联合上缘沿正中做 3-5 c m纵向切口，将膀胱向下翻至体外。在膀胱顶部选择血管较少处剪一开口( 或者做荷包缝合后再剪口)，插入膀胱插管（或膀胱漏斗）。把切口周围的缝线拉紧，结扎固定。插管口最好正对输尿管在膀胱的入口处，但不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。膀胱插管的另一端则用导管连接至记滴器，记滴器短路信号输入到生物信号采集处理系统。手术完毕后，用温热的生理盐水纱布覆盖腹部创口。。该方法的优点是可直观地看到膀胱及输尿管的结构，缺点是实验结果受膀胱内压和膀胱肌肉收缩的影响， 不能准确反映肾脏泌尿情况，不能观察一侧肾脏的泌尿功能，只能观察两肾对家兔的总的泌尿功能。且损伤较大，有时会出现损伤性尿闭。另外，也常因出血堵塞导管或导管的插入位置不当( 如插入夹层或管口顶在膀胱壁上) 而影响尿液流出。

(2)膀胱外的输尿管插管：麻醉开腹同上述膀胱插管法。膀胱向下翻至体外后， 在膀胱底部找到两侧输尿管并分离出一小段。在输尿管近膀胱处将其结扎后，用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，将充有生理盐水的导管向肾脏方向插入，而后结扎固定。将此导尿的塑料管连接至记滴装置，记滴器短路信号输入到生物信号采集处理系统。此法直接从输尿管收集尿液， 能够精确地反映出肾脏的泌尿功能， 避免了膀胱平滑肌收缩和膀胱内压对尿量的影响。此外， 还可以比较两侧肾脏的泌尿情况。其缺点也是对家兔的损伤较大， 而且由于家兔的输尿管很细、 管壁薄，在剪口时容易开口过大， 将输尿管插断

(3)膀胱切开输尿管插管法：麻醉开腹同上述膀胱插管法。将膀胱移出体外，仔细辨认膀胱三角输尿管位置， 在膀胱中间作一纵行切口( 应避开血管)，将膀胱底内壁外翻， 寻找一对乳头状突起的输尿管口，用充满肝素生理盐水的细塑料管分别从两侧输尿管口顺着输尿管的方向缓缓插入，此时可见尿液从插管内流出，用线在输尿管近膀胱处结扎固定。将此导尿的塑料管连接至记滴装置，记滴器短路信号输入到生物信号采集处理系统。此法可避免膀胱本身因素的影响， 既可观察肾脏总的泌尿情况，也可观察单个肾脏的泌尿情况，还可同时进行两肾泌尿量的比较。避免了传统的膀胱外输尿管插管易出现的堵塞和插断现象。

3、或者无需开腹，进行经外尿道膀胱插管，经外尿道膀胱插管法需选用雄性家兔，动物麻醉后， 选用8号儿童导尿管(或12号导尿管)， 用石蜡油润滑， 将导尿管从家兔尿道口轻轻插入，深度一般在6-8cm左右即可进入膀胱。导尿管另一端接记滴器， 记滴器短路信号输入到生物信号采集处理系统。尿道插管法的最大的优势在于不需要开腹，对家兔无损伤， 保持了泌尿系统的正常结构， 对家兔的生理功能影响微小，手术成功率高。 

4、记录血压：颈总动脉远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，用眼科剪在靠近结扎处动脉壁剪一Ｖ字形切口，将充满抗凝剂（柠檬酸钠溶液或肝素生理盐水）的动脉插管向心方向插入颈总动脉内，扎紧固定。用压力换能器记录血压。

5、实验观察：待尿流量和血压稳定后，即可进行下列各项实验观察。每项实验开始时，都应先记录一段尿量和血压曲线作为对照；然后进行注射或刺激，并连续记录和观察至效应明显和恢复过程。

1、记录尿量、血压的正常数据

2、静脉注射生理盐水：从耳缘静脉迅速注入37℃生理盐水20ml，记录尿量、动脉血压曲线的变化。

静脉注射去甲肾上腺素：从耳缘静脉注射1：10000去甲肾上腺素溶液0.5ml，记录尿量、动脉血压曲线的变化。

静脉注射葡萄糖与尿糖定性实验：用尿糖试纸接取1滴尿液进行尿糖测定，然后从耳缘静脉注射20%葡萄糖溶液5ml，记录尿量、动脉血压曲线的变化。在尿量明显增多时，再用尿糖试纸接取1滴尿液进行尿糖测定。

电刺激迷走神经外周端：剪断右侧颈迷走神经，以中等强度的电压刺激迷走神经的外周端，使动脉血压下降并维持在5.33-6.67kPa (40-50mmHg)水平30-60s，记录尿量、动脉血压曲线的变化。

静脉注射速尿：从耳缘静脉注射速尿(5mg/kg体重)，记录尿量、动脉血压曲线的变化。

静脉注射垂体后叶素：从耳缘静脉注射垂体后叶素2-5U，记录尿量、动脉血压曲线的变化。

右侧颈总动脉放血：打开右侧颈总动脉插管的夹子放血，使动脉血压迅速下降至10.7kPa(80mmHg)以下，记录尿量、动脉血压曲线的变化。

七、实验报告要求：

1、每人一份实验报告；

2、严格按照试验步骤记录实验现象和数据，分析试验结果；

3、试验过程是否存在问题，应如何改进？

八、注意事项：

1、实验前给兔多喂青菜，或用导尿管向兔胃中灌入40—50ml清水，以增加其基础尿流量。

2、实验中需多次进行耳缘静脉注射，注射时应从耳缘静脉远端开始，逐步移近耳根。手术的创口不宜过大，防止动物的体温下降，影响实验。

3、输尿管手术的难度较大，应注意防止导管被血凝块堵塞，或被扭曲而阻断尿液的流通。

4、各项实验顺序的安排是：在尿量增多的基础上进行减少尿生成的实验，在尿量少的基础上进行促进尿生成的实验。

九、思考题：

分析尿生成调节实验中，分别静脉注射生理盐水、抗利尿激素、速尿、去甲肾上腺素和葡萄糖后尿量变化的作用机制。

相关推荐

专栏推荐